1.保存温度和条件
很多抗体的最佳保存条件是分装成小包装冻存于 -20 °C 或 -80 °C。分装能使冻融引起的损失减到最小，同时可避免多次在一个管内取样
而由枪头引入的污染。分装冻存的抗体，融解一次后剩余抗体应保存于 4 °C。收到抗体后，应 10000g 离心20 秒，使管口螺纹内的抗体溶液全部离心至管底，用低蛋白吸附性的微量离心管分装。分装量的多少取决于每次试验的使用量。分装量不能少于 10 μl；分装量越
少，由于蒸发和吸附于管内壁而引起的损失会越大。
除了腹水液含蛋白酶应立即冻存外，大多数抗体接收后可在 4 °C 保存一至两周，随后可冻存以长期保存。同样，应按照说明书推荐的条件进行保存。
2.其他特殊情况
酶联抗体不应冻存，4 °C 可保证稳定。冻融会降低酶的活性，同时影响抗体的吸附能力。
共轭标记的抗体，无论是标记的荧光染料、酶还是生物素，都应保存于深色的管内并包裹上铝箔。如果暴露在光线下可能会减弱共轭标记物的活性。荧光标记物尤其容易受到光漂白作用，整个实验过程中均应避光。
免疫球蛋白 G3 同种型抗体冻融后易形成聚合物，因此应一直保存于 4 °C。
3.用叠氮化防止污染
为防止微生物污染，在抗体溶液中应加入叠氮化钠，终浓度为 0.02%（质量百分比）。
什么时候不能用叠氮化纳？
如果用抗体标记活细胞，或用于体内实验，确保所用制剂中不含叠氮化钠。这种抗生素对大多数有机体都有毒性：会阻断细胞色素电子传递系统的信号。叠氮化钠会干扰胺基的共轭标记，应在进行标记之前将其除去。标记后抗体可保存于叠氮化纳，也可用不含胺基的硫柳汞
替代。
叠氮化钠可用透析或凝胶过滤法从抗体溶液中除去。免疫球蛋白 G 的分子量是 150,000 道尔顿（免疫球蛋白M 的分子量是 600,000 道尔顿），叠氮化钠的分子量是 65 道尔顿。使用 14000 道尔顿的微量透析装置，随着叠氮化钠的扩散，抗体将保留。将带有烧杯的磁力搅拌器置于 4 °C 搅拌透析装置 6 小时,每毫升抗体溶液要用至少 1 升的 PBS。更换 2 次 PBS，每次均搅拌至少 6 小时。如果可以的话，所有材料均要求无菌，所有溶液都应无菌配制。
4.冻存/复苏的损失
反复冻融可使抗体变性，使其形成聚合物而降低了抗体结合能力。大多数抗体在 -20 °C 保存就足够了，没有必要置于 -80 °C 保存。千万不要使用无霜的冰箱。反复冻融能减少霜的形成，但这正是应该避免的。同理，抗体应该放置于冰箱中温度变化最小的部位，如应放置于冰箱格里，而不应放置于冰箱门上。
一些研究者为防止反复冻融的损失，在抗体中加入终浓度为 50% 的甘油作为抗冻剂。甘油可以将冰点降低至-20 °C 以下。
由于-80 °C 低于甘油的冰点，所以加了甘油的溶液不应保存于 -80 °C。注意，甘油可能会被细菌污染。如果要加入甘油或其他防冻剂，应注意无菌处理。稀释至工作浓度的抗体最好不要在 4 °C 保存超过一天时间。通常蛋白质在较高浓度保存时不易发生降解，理想浓度为 1 mg/ml或更高，因为抗体溶液中包含了如牛血清白蛋白等蛋白质稳定剂。加入的蛋白可吸附于管壁从而使抗体的损失减到最小。对用于聚合的抗体，不应加入蛋白稳定剂，因为其可能会与抗体竞争而降低抗体的聚合活性。
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